Odczynniki

Odczynniki stosuje się dla wywołania dodatkowych cech co ułatwia lub czasami wręcz umożliwia określenie gatunku grzybów.

Najprostsze są do wywołania barwne reakcje makrochemiczne - tj. obserwowane gołym okiem po naniesieniu roztworu odczynnika na tkanki grzyba.

Odczynniki w mikroskopii stosuje się analogicznie - tj. dla charakterystycznego wybarwiania komórek lub ich elementów oraz dodatkowo dla stworzenia optymalnego kontrastu przy obserwacji mikroskopowej. Często dzięki barwnikom uwidacznia się normalnie niewidoczne struktury mikroskopowe.

Niezbędnik


Skompletowanie wszystkich odczynników może być dość trudne. Są jednak te absolutnie niezbędne (bo często stosowane i dających odróżniające reakcje dla licznych gatunków grzybów o dużych owocnikach) i stosunkowo łatwe do pozyskania.

Postaraj się mieć zawsze pod ręką do wywoływania reakcji makrochemicznych:
1. KOH lub NaOH w roztworze wodnym w stężeniu 40%,
2. Wodny roztwór siarczanu żelaza (II), FeSO4.
Świetnie, gdy będziesz jeszcze miał amoniak i formalinę.

Dla obserwacji mikroskopowych niezbędne są:
1. woda destylowana,
2. KOH lub NaOH w stężeniu 2-5(10)%,
3. odczynnik Melzera,
ułatwisz sobie pracę jeśli będziesz miał:
4. amoniakalny roztwór Kongo Red
5. kwaśny błękit anilinowy lub laktofenol.

Odczynniki kupimy w firmach trudniących się sprzedażą związków chemicznych. Problemem jest jednak zbyt duża ilość w opakowaniu jednostkowym i co za tym idzie płacenie za ilość jaka nie jest potrzebna (w życiu nie zużyjemy). Idealnie, jeśli mamy taką możliwość, jest zamówić potrzebne odczynniki w wystarczającej ilości (zwykle kilka cm3 lub gram) w aptece lub zaprzyjaźnionym laboratorium. Więcej uwag dotyczących poszczególnych odczynników w części szczegółowej. Wodę destylowaną najłatwiej kupić na stacji benzynowej.

Jak je przechowywać, jak poruszać się z nimi po lesie. [...]

Szczegółowy opis przygotowania odczynników, reakcji i ich stosowania znajduje się poniżej.

Odczynniki do reakcji makrochemicznych

KOH lub NaOH, wodorotlenek potasu lub wodorotlenek sodu
Oba wodorotlenki powinny dawać identyczną reakcję i mogą być zamiennie stosowane. Jeśli jest możliwość należy jednak preferować KOH jako częściej cytowane w literaturze. Stosuje się stężony roztwór wodny, w granicach 30-50%. Singer zaleca stosowanie mniej stężonego 25% dla rodzaju zasłonak (Cortinarius). Wodorotlenki te są sprzedawane w postaci białych, stałych, płatków. Przygotowanie polega na rozpuszczeniu wodorotlenku w wodzie destylowanej. Rozpuszczać należy wsypując płatki małymi partiami i mieszając - Uwaga! substancja żrąca, koniecznie nałożyć okulary dla ochrony oczu. Należy uważać ponieważ podczas rozpuszczania szybko rośnie temperatura roztworu. Roztwór wodny można przechowywać nieograniczenie długo, światło nie szkodzi. Lepsze są pojemniki plastikowe z polietylenu, ponieważ odczynnik rozpuszcza szkło (butelki nie przeżre na wylot, ale w ten sposób odczynnik jest zanieczyszczany. W razie kontaktu ze skórą należy możliwie szybko spłukać dużą ilością wody.

Badanie wykonuje się kładąc kroplę odczynnika na badaną część grzyba. Zwykle jest to powierzchnia trzonu, powierzchnia kapelusza lub miąższ w różnych częściach owocnika. Zwykle nie występuje zmiana zabarwienia lub jedynie słabe brunatnienie lub żółknięcie. W przypadku niektórych gatunków ten odczynnik powoduje intensywną reakcję barwną np. muchomor jadowity (Amanita virosa) na wszystkich częściach owocnika przybiera w kilka sekund intensywnie cytrynowożółtą do chromowżółtej barwę. W ten sposób można odróżnić zewnętrznie niemal identycznego mleczaja bertyliońskiego (Lactarius bertillonii) od mleczaja chrząstki (Lactarius vellereus), sok mleczny tego pierwszego pod działaniem odczynnika natychmiast przyjmuje pomarańczową barwę. Wśród zasłonaków (Cortinarius) odczynnik stosowany na skórkę kapelusza, różne miejsce trzonu i miąższ w przypadku niektórych gatunków daje silną barwną reakcję. Podobnie w przypadku niektórych wodnich (Hygrophorus).

W niższym stężeniu (2-5%) roztwory tych wodorotlenków są wykrzystywane przy mikroskopowaniu, dla rozmiękczenia i ułatwienia rozdzielenia komórek materiału.

NH40H, wodorotlenek amonu
Xerocomus spadiceus
Stosuje się wodny stężony roztwór amoniaku dostępny w handlu jako woda amoniakalna (zawiera on 30-40% amoniaku). Umieszcza się krople roztworu na badanym elemencie (zwykle powierzchnia kapelusza lub trzonu). Często wystarczy zbliżyć aplikator i reakcja barwna następuje pod wpływem par amoniaku.
Ten odczynnik wyróżnia podgrzybka żeberkowanego (Xerocomus spadiceus) spośród innych podgrzybków barwną zielononiebieską reakcją skórki kapelusza na swoje opary.
FeS04, siarczan żelaza (II)
Siarczan żelaza (II) jest kupowany w postaci zielonych kryształków. Stosuje się bezpośrednio kryształki, kładzione na cięciu i wgniatane w miąższ lub 10% roztwór wodny. Singer zaleca dodanie 1 kropli stężonego kwasu siarkowego na 10 cm3 roztworu. Siarczan żelaza w roztworze stosunkowo szybko (dni, tygodnie) utlenia się do rdzawych tlenków żelaza, co maskuje i utrudnia ocenę ewentualnych reakcji barwnych. Dlatego należy go przygotowywać możliwie na świeżo. Radzi się też dodać kroplę kwasu siarkowego, ma wtedy być trwalszy.

Z mojej praktyki, wygodniejsze i pewniejsze jest stosowanie roztworu wodnego niż kryształków. Aplikuje się krople odczynnika na powierzchnię trzonu (u gołąbków), dobrze jest zadrapać badane miejsce co przyśpiesza przenikanie odczynnika (powierzchna trzonu gołąbków jest dość hydrofobowa). U koźlarzy aplikuje się odczynnik na miąższ na przekroju owocnika.

U większości gołąbków występuje w kilka do kilkunastu sekund mniej lub bardziej intensywne morelowo-pomarańczowe zabarwienie. Rzadko brak reakcji, to wyróżnia np. gołąbka modrożółtego (Russula cyanoxantha) od innych podobnych, np. gołąbek fiołkowozielony (Russula ionochlora) o szybkiej i silnej morelowej reakcji miąższu. Nieliczne gołąbki, np. z kręgu Russula xerompalina mają zieloną reakcję miąższu. Odczynnik jest też stosowany na miąższu koźlarzy (Leccinum), gdzie nie występuje rakcja lub o zielono-brązowawa o różnej intensywności.

silne kwasy
Stosuje się stężone kwasy. Kwas solny stężony HCl (36-38%). Kwas azotowy stężony HN03 (ok. 65%). Kwas siarkowy w stężeniu 60-70% (3 cm3 wody destylowanej i 4 cm3 stężonego "dymiącego" H2SO4). Kwas należy wlewać małymi porcjami do wody (kwas do wody!), z okularami ochronnymi, w czasie rozcieńczania temperatura roztworu silnie wzrasta i może pryskać.

W reakcji z tymi kwasami następuje żółte, zielone lub brązowe przebarwienie. Kwas azotowy wraz z aniliną jest wykorzystywany w tzw. rakcji Schaeffera u pieczarek (Agaricus). Stężony kwas siarkowy oraz rozcieńczony HCl są też wykorzystywane przy mikroskopowaniu.

Kwas siarkowy jest używany dla barwnych reakcji makrochemicznych w rodzaju koralówka (Ramaria).

anilina
Anilina w postaci roztworu wodnego jest używana dla wywołania barwnej reakcji Schaeffera u pieczarek (Agaricus).

Odczynnik musi być chroniony przed światłem, dostępem powietrza i jest trujący.

formol, formalina, formaldehyd
Stosuje się wodny roztwór formaldehydu (35-40%) dostępny w handlu jako formalina. Uwaga żrąca i powinna być przechowywana w ciemności.

Cenny np. u koźlarzy (Leccinum). U części gatunków daje szybko (kilka, kilkanaście sekund) inetnsywną czerwoną barwę miąższu. Wyróżnia np. gatunki z kręgu koźlarza babkę (Leccinum scabrum) brakiem takiej reakcji. U gołąbków daje powolną (kilka, kilkanaście minut), różową barwę miąższu.

gwajak
Alkoholowy roztwór żywicy gwajaku. Nie mylić z gwajakolem (metoksyfenol). Szeroko stosowany u gołąbków (Russula). Wg. Singera rozpuszcza się 1 część żywicy gwajaku w 5 częściach 60-70 roztworu etanolu. Wg. mojej praktyki żywica rozpuszcza się trudno, dlatego musi być sproszkowana. Lepiej rozpuszczać ją w spirytusie rektyfikowanym, przez kilka dni, mieszając od czasu do czasu. Gdy się rozpuści można dolać nieco wody destylowanej. Sama żywica nie jest dostępna w handlu.

Zobacz uwagi przy alfa-naftolu który można stosować jako zamiennik gwajaku i jest łatwiejszy w użyciu (choć nie daje tak pięknych barw jak gwajak).

alfa-naftol
Roztwór alkoholowy alfa-naftolu. 0.5 g alfa-naftolu w 10 cm3 spirytusu rektyfikowanego. Reakcja analogiczna barwna analogiczna do gwajaku tyle, że o wiele wolniejsza (ca. 5-20× wolniejsza) i zajmuje sekundy do kilku minut. Stosowałem na wielu gołąbkach, na tych samych egzemplarzach, gwajak i alfa-naftol i za każdym razem natychmiastowej i intensywnej reakcji z gwajakiem odpowiedała szybka i intensywna reakcja z naftolem. Brakowi reakcji z gwajakiem odpowiadał jej brak z naftolem.

Ponieważ naftol może być łatwiejszy do pozyskania niż żywica gwajaku można go stosować jako zamiennik. Naftol jest też łatwiejszy w przygotowaniu roztworu (rozpuszcza się w alkoholu łatwo i niemal natychmiast) i chyba roztwór jest trwalszy.

fenol
Stosuje się 2-3% roztwór wodny, tzw. wodę karbolową. Uwaga wrażliwy na światło i żrący.
azotan srebra, AgNO3
Stosuje się 10% roztwór wodny. Odczynnik jest wrażliwy na światło. Stosowany u zasłonaków (Cortinarius), u niektórych czernieje.

Oczynniki stosowane w mikroskopii

Nawilżanie suchego materiału

Suchy materiał (eksykaty) jeśli jest bardzo kruchy wymaga nawilżenia aby można było wykonać cięcie lub rozdzielić fragmenty bez obawy pokruszenia całego okazu. Można "uelastycznić" eksykat przez zamknięcie go na jakiś czas w małym plastikowym pojemniku do którego wkładamy kawałek nawilżonego papieru - tak jednak aby nie dotykał nawilżanego materiału. Po odcięciu milimetrowego fragmentu do obserwacji (dla preparatów gniecionych, np. u workowców 1 mm2 jest często wystarczający) umieszczamy go w wodzie lub w roztworze zasady (5-10% KOH lub amoniak), która ułatwia zmiękczenie materiału, powoduje pęcznienie i rozluźnienie strzępek.

Wg. Breitenbacha (Breitenbach J., Kraenzlin F., 1986) woda niekoniecznie jest najlepszym zwilżaczem ponieważ dezorganizuje materiał. Poleca on bardziej wyrafinowany sposób wg receptury Clemencon:
Do zwilżania służy roztwór: 80ml 96% etanolu (spirytus rektyfikowany), 20ml stężonego amoniaku, 1ml gliceryny.
Materiał jest zwilżany kilkoma kroplami tego roztworu, po kilku minut jest nawilżony, jeśli jest zbyt wilgotny, pozwala mu się nieco podeschnąć, aby nabrał woskowej konsystencji, wtedy można wykonać potrzebne przekroje do preparatu.
Sam preparat umieszcza się w amoniaku lub innych, opisanych poniżej odczynnikach aby się rozprostował i rozluźnił.

Jeśli używamy do obserwacji świeżego materiału, co jest zwykle wygodniejsze, oczywiście umieszczamy preparat w odpowiednim mediu.

Barwienie preparatów

W razie konieczności zastosowania kilku barwników (a tak jest zazwyczaj) obserwacje wykonuje się w kolejności: w wodzie destylowanej (dla obserwacji utworów rozpuszczających się w kwasach lub zasadach), w odczynniku Melzera (dla określenia amyloidalności, bądź dekstrynoidalności), w roztworze KOH lub NH4OH (dla obserwacji np. chrysocystyd), amoniakalnym roztworze czerwieni Kongo i wreszcie w kwaśnym błękicie anilinowym lub laktofenolu. (Breitenbach J., Kraenzlin F., 1986)

Wymiana medium w preparacie mikroskopowym lub jego przepłukanie wykonuje się poprzez położenie kropli wody z jednej strony szkiełka przykrywkowego oraz wyciąganie płynu z drugiej strony szkiełka przez przytknięcie brzegu papieru filtracyjnego (może być papier toaletowy, chusteczka, ręcznik kuchenny).

woda destylowana
Służy do sporządzania roztworów wodnych innych odczynników i do mikroskopowania w przypadku, gdy tkanki zawierają utwory rozpuszczane w zasadach lub kwasach lub gdy chcemy zobaczyć naturalną barwę komórek i ich zawartości.

Dla ułatwienia zwilżenia materiału można stosować dodatek detergentu. Częstym problemem jest wysychanie medium w czasie obserwacji mikroskopowej - pomocne jest dodanie ok. 10% gliceryny.

wodny roztwór KOH
Stosuje się w stężeniu 2-5% lub do 10%. Często stosowane medium przy obserwacji mikroskopowej, zwłaszcza suchego materiału, ponieważ rozluźnia tkankę i ułatwia separację interesujących komórek. Powoduje pęcznienie komórek a nieprzejrzyste elementy rozjaśniają się. W praktyce NH4 możę być wygodniejszym rozwiązaniem ponieważ nie tworzy kryształków przy wysychaniu medium pod szkiełkiem nakrywkowym.

KOH może wywoływać barwne reakcje, podobnie jak amoniak. Zawartość niektórych cystyd wybarwia się na żółto (są to wtedy tzw. chrysocystydy).

Stosuje się też do rozjaśniania ciemno zabarwionych zarodników. Łatwiej wtedy zaobserwować ornamenty na ich powierzchni np. u zasłonaków (Cortinarius).

odczynnik Melzera
Russula caerulea
zarodniki Russula caerulea w wodzie
Russula caerulea
zarodniki tego samego gatunku w odcz. Melzera
służy określaniu amyloidalności i dekstrynoidalności struktur grzyba, używany zwłaszcza przy mikroskopowaniu;
np. ciemno wybarwia urzeźbienie zarodników gołąbków (Russula) i w ogóle umożliwia ich przydatną obserwację;

Odczynnik Melzera - 0.5g jodu, 1.5g jodku potasu w 20 cm3 wody. Przed badaniem dodaje się równą ilościowo ilość wodzianu chloralu. Odczynnik ma trwałość do kilku miesięcy. Kłopot może wynikać z uwagi na to, że wodzian chloralu jest substancją trującą nie znajdującą się w normalnym obrocie handlowym. Na szczęście możemy z powodzeniem zastąpić ten odczynnik dostępnym w aptece:
płynem Lugola - roztwór 1 częsci jodu i 2 części jodku potasu w 150 (do 300) częściach wody.
Praktycznie różnicy w wybarwieniu nie ma (w Melzerze teoretycznie tkanki powinny być przejrzystsze). Przy pomiarach dla celów naukowych warto jednak pozyskać Melzera z racji na to, że może występować różnica w stopniu pęcznienia tkanek pomiędzy oboma odczynnikami.

Odczynnik Melzera powinien być stosowany na początku obserwacji lub po przepłukaniu preparatu ponieważ źle działa w obecności zasad.

czerwień Kongo, Kongo Red
Barwnik generalnie wybarwiający ściany komórkowe grzybni, niektóre wybarwia silniej (często cystydy) dając pożądany kontrast przy obserwacji mikroskopowej. Stosunkowo łatwo i szybko penetruje i wybarwia tkanki także, gdy jest wpuszczany pod szkiełko nakrywkowe.

Kongo Red to barwnik stosowany w analityce chemicznej jako wskaźnik pH oraz w medycynie jako barwnik wybarwiający utwory amyloidalne.
Barwnik ma postać proszku. Przygotowanie roztworu polega na rozpuszczeniu w proporcji 0.1g Kongo Red w 10ml stężonego roztworu amoniaku (25%) (rzadziej stosuje się też roztwór wodny). Roztwór wymaga przefiltrowania po dobie dla uzyskania klarowności. Roztwór powinien mieć intensywną barwę czerwonego atramentu. Wymaga sporządzenia na nowo po ulotnieniu się amoniaku - przechowywać w możliwie szczelnych pojemnikach.

błękit anilinowy
Synonimy: błękit bawełniany, błękit wodny, błękit metylowy (nie metylenowy - to inny barwnik, innaczej reaguje), niem. Baumwollblau, Anilinblau, Methylblau, Chinablau, Wasserblau, Tintenblau, ang. Cotton Blue, Colour Index Nr. 42755
Barwnik ogólnego stosowania do barwienia tkanek grzyba. Barwnik ten zabarwia mniej lub bardziej bezbarwne elementy, np. hialinowe zarodniki, przez co zwiększa kontrast i ułatwia obserwację.

Najczęściej używa się w formie błękitu mlekowego. Receptura sporządzenia: rozpuścić 0.05g barwnika w 30g kwasu mlekowego, po 24h przefiltrować. Zobacz też laktofenol.
Używany też czasem w formie roztworu wodnego w proporcji 1:1000. Do dobrego wybarwienia w temperaturze pokojowej potrzeba godzin lub kilku dni. Dla szybkiego uzyskania efektu preparat podgrzewa się na płomieniem (do zagotowania).

Zarodniki lub komórki silniej wybarwiające się błękitem anilinowym (w kwasie mlekowym) są określane jako cjanofilne.

laktofenol
Laktofenol jest odmianą błękitu anilinowego używaną zwłaszcza przy obserwacji workowców. Także konieczny jest dla pokazania urzeźbienia zarodników w rodzaju koralówka (Ramaria).

Sporządza się go jako roztwór 0.1g błękitu anilinowego w mieszaninie: 20g kryształów fenolu, 20g kwasu mlekowego, 40ml gliceryny (Baral podaje 20ml) , 20ml wody. Ten roztwór umożliwia wykonywanie stosunkowo trwałych preparatów.

błękit krezolowy
Synonimy: niem. Brillantkresylblau. ang. Brillant Kresyl Blue, CRB

Służy do określenia metachromatyczności komórek. Barwnik ten barwi wszystki tkanki, jednak niektóre elementy przyjmują odmienną, czerwono-fioletową barwę, są wtedy nazywane metachromatycznymi.

Ważne jest to, że jest to tzw. barwnik przyżyciowy. W wersji roztworu wodnego nie zabija komórek. Analogiczne barwi błękit toluidynowy (ang. toluidyn blue).
Rodzaj zabarwienia zależy głównie od odczynu pH. W środowisku zasadowym jest niebieski (szaroniebieski, turkusowo-niebieski), w środowisku kwaśnym jest fioletowy, czerwonawo-fioletowy. Różnicuje barwnie krople tłuszczu (ang. lipid body, LB) - zabarwiają się słabo, blado-różowo od ciałek wakuolarnych (ang. vacuolar body, refractive body, VB) które barwią się intensywnie turkusowo-niebiesko. Wakuole barwią się zwykle jednorodnie fioletowo-niebiesko. Mogą się też w nich tworzyć pod wpływem barwnika, drobne, kuliste, ciemnoniebieskie ciałka metachromatyczne (MB). Zjawiska te można zasadniczo oglądać jedynie w żywych komórkach. Gdzie barwnik ten jest akumulowany w wakuolach. Martwa cytoplazma wybarwia się jednolicie. Warstwa żelowa barwi się fioletowo. Bezbarwne żywiczne wydzieliny przyjmują zabarwienie turkusowo-niebiesko. (Baral, H.O., 2001 August).

Wodny roztwór barwnika jest krótkotrwały. Przygotowuje się go jako nasycony roztwór. W praktyce wystarcza szczypta na 10ml wody destylowanej. Po dobie filtrować. Trwałość wg mojego doświadczenia przynajmniej kilka miesięcy.

Wg. Clemencon można też sporządzić stosunkowo trwały roztwór alkoholowy: 0.2-0.5g błękitu krezolowego, rozpuszczony w mieszaninie: 17ml glicerolu, 27mm 97% alkoholu etylowego (spirytus rektyfikowany) i 55mm wody destylowanej, 0.5ml Invadin IFC (co to jest?). Po tygodniu przefiltrować.

błękit metylenowy
Barwnik do ogólnego barwienia, zwłaszcza strukt bezbarwnych i słabo kontrastowych.

Koncentrat przygotowuje się rozpuszczając 2g w 100 ml 70% etanolu. Do barwienia przygotowuje się mniej trwały roztwór w proporcji 30 ml koncentratu, 100 ml wody destylowanej i 1 ml 1% roztworu KOH. Może wymagać przed użyciem przefiltrowania.

amoniak
2%-10% roztwór wodny stosowany jest dla zwilżania materiału suchego i ułatwienia rozdzielenia strzępek w preparacie mikroskopowym. Podobnie jak KOH może wybarwić zawartość niektórych cystyd na żółto (są to wtedy tzw. chrysocystydy).
sulfowanilina
Sulfowanilina barwi niektóre cystydy na ciemnoniebiesko do czarnego, takie cystydy określa się jako gleocystydy. Wykorzystywana np. dla obserwacji cystyd w skórce kapelusza gołąbków (Russula). Sama obserwacja musi być wykonana w ciągu kilku, kilkunastu minut ponieważ stężony kwas siarkowy rozkłada ściany komórkowe.

Roztwór w proporcji 1:1 przygotwany z kryształków waniliny i 70% kwasu siarkowego (3 ml wody, 8 ml stężonego kwasu siarkowego).

Ponieważ roztwór jest wybitnie nietrwały (nie może być zczerniały) zwykle przygotowuje się go bezpośrednio na szkiełku przedmiotowym z kropli stężonego kwasu siarkowego, kropli wody i kilku kryształków waniliny. Jeśli przechowujemy musi też być chroniony przed światłem.

Analogiczne efekty uzyskamy zastępując wanilinę formaliną (sulfoformol).

gliceryna, glicerol
Jako składnik niektórych mediów przy mikroskopowaniu. Spowalnia wysychanie medium co umożliwia dłuższą obserwację.
roztwory nasycone, plazmoliza, pigmentacja
Pigment zabarwiający tkanki grzyba może być umieszczony w cytoplaźmie lub w ścianach komórkowych i przestszeniach międzykomórkowych. Dla obserwacji (na świeżym materiale) stosuje się obserwację w nasyconym wodnym roztworze cukru (sacharozy) lub chlorku sodu (sól kuchenna). Następuje wtedy odwodnienie cytoplazmy, która odstaje wtedy od ścian komórkowych i łatwo stwierdzić gdzie umieszczony jest barwnik.

Charakterystyczne mikroskopowe reakcje barwne

amyloidalny
Zmieniający barwę w odczynniku Melzera lub innego roztworu jodu. Zarodniki lub ich struktury powierzchniowe oraz komórki grzybni u niektórych gatunków wybarwiają się w tym odczynniku na kolor szaroniebieski do ciemnoniebieskiego, aż czarnego np. urzeźbienie zarodników gołąbków (Russula) (umożliwiając obserwację tego urzeźbienia - inaczej niewidocznego), pozwala też różnicować gatunki w obrębie rodzaju na posiadające amyloidalne zarodniki i z nieamyloidalnymi zarodnikami (np. u muchomorów (Amanita)). Możemy też pamiętać ze szkoły średniej tą barwną reakcję obserwowaną na ziarnach skrobi ziemniaczanej. Zmiana zabarwienia utrzymuje się po usunięciu odczynnika, po przepłukaniu wodą destylowaną.
Zobacz też dekstrynoidalny.
cjanofilny
Silnie wybarwiający się w błękicie anilinowym. Zarodniki lub ich struktury powierzchniowe oraz komórki grzybni wybarwiają się intensywniej niż inne tkanki - nazywamy je cjanofilnymi.
dekstrynoidalny
Zmieniający barwę w odczynniku Melzera lub innego roztworu jodu. Zarodniki lub ich struktury powierzchniowe oraz komórki grzybni u niektórych gatunków wybarwiają się w tym odczynniku na kolor brązowy, czerwonawy do winno-czerwonego. Zmiana zabarwienia utrzymuje się po usunięciu odczynnika, po przepłukaniu wodą destylowaną.
Zobacz też amyloidalny.
metachromatyczny
Elementy tkanek i komórek odmiennie, czerwono-fioletowo, wybarwione przy barwieniu błękitem krezolowym.
reakcja Schaeffera
Stosuje się u pieczarek (Agaricus). Rysuje się na powierzchni kapelusza kreskę wodą anilinową i na krzyż drugą kreskę stężonym kwasem azotowym. W przypadku pozytywnej reakcji miejsce przecięcia przybiera płomieniście pomarańczową barwę. Reakcja negatywna to brak zmiany zabarwienia powierzchni kapelusza.
Copyright © 2004-2017 by Marek Snowarski – formularz kontaktowy/contact form
wersja publikacji 15.02.2017.www · ostatnio zmieniana/last modified 15.10.2005 · została utworzona/was created 27.02.2004
Zalinkuj tę stronę kodem (przykładowy tekst linku dostosuj do swoich potrzeb):
<a href="http://www.grzyby.pl/slownik-odczynniki.htm">Odczynniki - Grzyby Polski, Fungi of Poland grzyby.pl</a>